Clinical & Experimental Dermatology Research



Yüklə 2,59 Mb.
Pdf görüntüsü
tarix16.02.2017
ölçüsü2,59 Mb.
#8770

Research Article

Open Access



Clinical & Experimental 

Dermatology Research

Middelveen et al., J Clin Exp Dermatol Res 2012, 3:1

http://dx.doi.org/10.4172/2155-9554.1000140

Volume 3 • Issue 1 • 1000140

J Clin Exp Dermatol Res

ISSN:2155-9554 JCEDR, an open access journal 



*Corresponding author: Raphael B. Stricker, M.D, 450 Sutter Street, Suite 1504, 

San Francisco, CA 94108, USA, Tel: (415)399-1035; Fax: (415) 399-1057; E-mail: 

rstricker@usmamed.com 

Received  January  27,  2012;  Accepted  March  12,  2012;  Published  March  16, 

2012


Citation:  Middelveen  MJ,  Rasmussen  EH,  Kahn  DG,  Stricker  RB  (2012) 

Morgellons Disease: A Chemical and Light Microscopic Study. J Clin Exp Dermatol 

Res 3:140. doi:

10.4172/2155-9554.1000140



Copyright: © 2012 Middelveen MJ, et al. This is an open-access article distributed 

under  the  terms  of  the  Creative  Commons  Attribution  License,  which  permits 

unrestricted  use,  distribution,  and  reproduction  in  any  medium,  provided  the 

original author and source are credited.



Abstract

Morgellons disease is an emerging multisystem illness characterized by unexplained dermopathy and unusual skin-

associated filament production. Despite evidence demonstrating that an infectious process is involved and that lesions 

are not self-inflicted, many medical practitioners continue to claim that this illness is delusional. We present relevant 

clinical observations combined with chemical and light microscopic studies of material collected from three patients 

with Morgellons disease. Our study demonstrates that Morgellons disease is not delusional and that skin lesions with 

unusual fibers are not self-inflicted or psychogenic. We provide chemical, light microscopic and immunohistological 

evidence that filaments associated with this condition originate from human epithelial cells, supporting the hypothesis 

that the fibers are composed of keratin and are products of keratinocytes.

Morgellons Disease: A Chemical and Light Microscopic Study



Marianne J. Middelveen

1

, Elizabeth H. Rasmussen

2

, Douglas G. Kahn

3

 and Raphael B. Stricker

1



1

International Lyme and Associated Diseases Society, Bethesda, MD

2

College of Health Sciences, University of Wyoming, Laramie, WY

3

Department of Pathology, Olive View - UCLA Medical Center, Sylmar, California

Keywords: 

Morgellons  disease;  Digital  dermatitis;  Lyme  disease; 

Borrelia burgdorferi; Spirochetes; Keratin

Introduction

Morgellons disease (MD) is an emerging dermatological disorder 

and multisystem illness. The disease is characterized by unexplained 

dermopathy  associated  with  formation  of  unusual  filaments  found 

both  subcutaneously  and  emerging  from  spontaneously  appearing, 

slow-healing  skin  lesions  [1].  Filaments  associated  with  MD  appear 

beneath  unbroken  skin  [1,2],  thus  demonstrating  that  they  are  not 

self-implanted.  Filaments  have  been  observed  protruding  from  and 

attached to a matrix of epithelial cells [3]. This finding demonstrates 

that the filaments are of human cellular origin and are not textile fibers. 

These filaments have not been matched with known textile fibers, and 

dye-extracting solvents have failed to release coloration; the fibers are 

also very strong and heat resistant [4,5]. MD filaments are physically 

and  chemically  consistent  with  keratin,  a  biofiber  produced  in  the 

epithelium  by  keratinocytes.  A  recent  report  from  the  Centers  for 

Disease Control and Prevention (CDC) confirmed that these filaments 

have a protein composition that is consistent with keratin [6].

Lyme disease-like symptoms in MD such as neurological disorders 

and joint pain are evidence of systemic involvement [1,2,7]. Objective 

clinical evidence of disease has been demonstrated by its association 

with  peripheral  neuropathy,  delayed  capillary  refill,  decreased  body 

temperature,  tachycardia,  elevated  pro-inflammatory  markers, 

cytokine  release,  selective  immune  deficiency  and  elevated  insulin 

levels, suggesting that an infectious process is involved [8,9]. Patients 

may demonstrate abnormal laboratory findings indicative of low-grade 

anemia, endocrine dysfunction, immune dysfunction and inflammation 

[8,10]. Patients with MD are predominantly sero-reactive to Borrelia 

burgdorferi (Bb) antigens, suggesting a likelihood of Lyme borreliosis 

or  related  spirochetal  infection  [1,10].  Patients  also  demonstrate  a 

higher  than  expected  percentage  of  positive  laboratory  findings  for 

other  tick-borne  diseases,  suggesting  the  possible  involvement  of 

coinfecting pathogens [10].

The  observation  of  unusual  filaments  forming  in  lesions  is  not 

unique  to  humans  afflicted  with  MD.  Similarities  between  MD  and 

bovine digital dermatitis (BDD) have been described [3]. BDD is an 

emerging  disease  afflicting  cattle  and  is  characteristically  associated 

with unusual filament formation in skin above the hooves [11]. Late-

stage  proliferative  lesions  demonstrate  elongation  of  keratinocytes, 

hyperkeratosis,  and  proliferation  of  long  keratin  filaments  [12-14]. 

Consistent detection of spirochetes associated with lesions is evidence 

of spirochetal etiologic involvement [15-20]. Experimental induction 

of lesions with tissue homogenates [21] and pure cultured treponemes 

[22] supports a role for spirochetes as primary etiologic agents. 

Like  BDD,  MD  is  associated  with  apparent  spirochetal  infection 

and unusual filament production [3]. A comparison between BDD and 

MD suggests that the unusual fibers seen in MD patients may result 

from hyperkeratosis and filament production as described in BDD. It 

appears that MD fibers are likewise composed of keratin produced by 

keratinocytes, a phenomenon that has been demonstrated in BDD [3]. 

The following three case studies provide further evidence supporting 

this hypothesis.

Materials and Methods

 Human and bovine samples

Three  patients  meeting  the  clinical  criteria  for  Morgellons 

disease  collected  calluses,  scabs,  filaments,  and  other  dermatological 

debris and submitted the material for microscopic examination. The 

collected samples were examined by bright-field microscopy at 100x 

magnification. Specimens were illuminated either superior or posterior 

to the specimen. Some specimens were also illuminated with ultraviolet 

(UV) light.

Biopsies from cattle with BDD were kindly provided by Dr. Dorte 

Dopfer,  Faculty  of  Veterinary  Medicine,  University  of  Wisconsin, 

Madison, WI. Biopsy material from proliferative late stage BDD was 

examined for comparison to MD samples with 8x magnification under 



Citation:

 

Middelveen MJ, Rasmussen EH, Kahn DG, Stricker RB (2012) Morgellons Disease: A Chemical and Light Microscopic Study. J Clin Exp 

Dermatol Res 3:140. doi:

10.4172/2155-9554.1000140

Page 2 of 8

Volume 3 • Issue 1 • 1000140

J Clin Exp Dermatol Res

ISSN:2155-9554 JCEDR, an open access journal 

a dissecting microscope. This material was also tested for fluorescence 

under UV light.

For the chemical experiments, samples of normal hair, filaments 

from Cases 1 and 2 and BDD fibers were studied for reactivity to three 

caustic agents: sodium hypochlorite 12%, sodium hydroxide 10%, and 

potassium hydroxide 10%. Each sample was suspended in 150 µl of the 

chemical solution for up to two hours, and serial light microscopy was 

performed at 0, 1, 10, 30, 60 and 120 minutes. Dissolution of fibers 

was  assessed  by  fraying,  loss  of  shape  and/or  disintegration  at  each 

timepoint.

For the immunohistological experiments, filament samples from 

Cases 1 and 2 were stained for keratin using monoclonal antibodies. 

Briefly,  formalin-fixed  paraffin-embedded  filaments  were  incubated 

with  monoclonal  antibodies  AE1/AE3  (Dako  North  America  Inc, 

Carpinteria,  CA)  and  AE5/AE6  (Cell  Marque  Corporation,  Rocklin, 

CA)  directed  against  cytokeratins  1/3  and  5/6,  respectively,  using 

the  Envision

® 

+  Dual-Link  System-HRP  (Dako)  according  to  the 



manufacturer’s  instructions.  The  samples  were  stained  using  a 

horseradish  peroxidase  label,  and  the  brown  staining  of  keratin  was 

visualized under light microscopy. 

Clinical Observations

Case 1

The  patient  is  a  72-year-old  grandmother  and  former  fashion 

model who developed painful lesions on her hands while working in 

her garden in San Antonio, Texas, in 1994. The lesions were punctate 

with ragged edges and healed slowly, leaving visible scarring. Fibers 

were observed in the lesions and under intact skin on her hands using 

a 60x handheld microscope. Topical steroids had no effect. The patient 

also  noted  the  onset  of  fatigue,  joint  pain  and  muscle  aches,  and 

systemic steroid treatment exacerbated these symptoms without any 

improvement in the skin lesions. Medical evaluation was negative for 

autoimmune  or  infectious  diseases,  and  neuropsychiatric  evaluation 

was entirely normal. Biopsy of a lesion demonstrated hyperkeratosis 

and parakeratosis with no visible organisms or evidence of vasculitis. 

However “textile fibers” were noted in the dermal layer of the biopsy 

specimen.

In  2001,  after  numerous  visits  to  dermatologists  and  other 

medical  specialists  and  treatment  with  topical  emollients  and  anti-

inflammatory medications, the patient had persistent skin lesions on 

her hands, fatigue and musculoskeletal pain. Despite the use of gloves 

to avoid scratching, her lesions persisted and she was unable to work 

in her garden or hold her grandchildren due to pain in her hands and 

joints.  She  recalled  numerous  tickbites  but  never  saw  an  erythema 

migrans (EM) rash, and she was found to have positive testing for B. 

burgdorferi, Babesia microti and Bartonella henselae. She was treated 

with  antimicrobial  medications  and  her  fatigue  and  musculoskeletal 

pain improved significantly. However her skin lesions persisted. She 

received  anti-parasitic  medication,  and  the  lesions  improved  to  the 

point that she could once again do gardening. The lesions persist but 

are “manageable” (Figure 1A). 

Case 2

The patient is a 49-year-old registered nurse who had numerous 

tickbites  while  hiking,  camping  and  horseback  riding  in  Missouri, 

Texas  and  Northern  California  over  more  than  a  decade.  She  never 

saw an EM rash. In 1997 while living in San Francisco she developed 

painful  lesions  on  her  face,  trunk  and  extremities.  The  lesions  were 

punctate  with  ragged  edges.  Some  lesions  healed  slowly,  leaving 

visible scarring, while others did not heal at all, and fibers that were 

resistant  to  extraction  were  observed  within  several  lesions.  Fibers 

were also observed under intact skin using a 60x handheld microscope. 

Topical steroids had no effect. Biopsy of a lesion on her leg revealed 

hyperkeratosis  and  parakeratosis  without  evidence  of  infection  or 

vasculitis. However, “textile fibers” were noted in the dermal layer of 

the biopsy specimen. She also developed fatigue and musculoskeletal 

pain,  and  systemic  steroid  treatment  exacerbated  these  symptoms 

without any improvement in the skin lesions. Medical evaluation was 

negative for autoimmune or infectious diseases, and neuropsychiatric 

evaluation was completely normal.

Because  of  persistent  fatigue,  musculoskeletal  pain  and  her 

history of tick exposure, the patient was evaluated for Lyme disease 

in  2004  and  had  positive  testing  for  B.  burgdorferi  and  Ehrlichia 

chafeensis. Antibiotic therapy led to improvement in the fatigue and 

musculoskeletal pain, but the skin lesions persisted. She received anti-

parasitic medication and her skin lesions improved somewhat, but new 

lesions appeared and healing lesions caused painful scarring. She has 

received intermittent courses of antibiotics over the past six years, and 

her skin lesions continue to wax and wane (Figure 1B).

Figure  1A:  Lesions  on  hands  of  Case  1  following  extensive  antimicrobial 

treatment. Note erythematous base with ragged edges.



Figure 1B: Lesions on back of Case 2. Note punctate appearance of open 

lesions and scarred appearance after healing. Lesions occur in locations that 

could not be easily reached by the patient.


Citation:

 

Middelveen MJ, Rasmussen EH, Kahn DG, Stricker RB (2012) Morgellons Disease: A Chemical and Light Microscopic Study. J Clin Exp 

Dermatol Res 3:140. doi:

10.4172/2155-9554.1000140

Page 3 of 8

Volume 3 • Issue 1 • 1000140

J Clin Exp Dermatol Res

ISSN:2155-9554 JCEDR, an open access journal 



Case 3

The  patient  is  a  47-year-old  business  manager  who  was  in 

excellent  health  until  he  developed  a  “bullseye”  rash,  fever,  chills, 

severe  headache,  musculoskeletal  pain  and  malaise  after  hiking  in 

the woods near Atlanta, Georgia, in 1995. He had pulled ticks off his 

dog, which also became ill at the same time. He was diagnosed with 

fibromyalgia and treated with pain medications, but by 2000 he had 

become  progressively  disabled  by  muscle  pain  and  fatigue.  In  2002 

he developed crawling sensations on his head, face, groin and other 

body areas where there was hair. The sensations were accompanied by 

painful skin lesions. He was diagnosed with folliculitis and put on a 

topical antibiotic, which made his skin symptoms worse. He began to 

notice painful fibers coming out of the skin on his face, head and other 

hirsute areas, and he could not sleep because the fibers were so painful. 

He extracted fibers from his facial lesions, but new ones appeared. He 

was diagnosed with trichotillomania and delusional parasitosis.

He  went  to  several  dermatologists  and  was  treated  with  topical 

lindane  and  oral  cephalexin  without  benefit.  Treatment  with  oral 

ketoconazole and fluconazole provided marginal improvement in the 

crawling  sensations  and  skin  lesions.  A  scalp  biopsy  demonstrated 

increased  numbers  of  catagen  and  telogen  follicles  with  fragmented 

hair  fibers  and  inner  root  sheath  consistent  with  trichotillomania. 

There  were  no  visible  organisms  or  evidence  of  vasculitis.  Medical 

evaluation  was  negative  for  autoimmune  or  infectious  diseases, 

and  neuropsychiatric  evaluation  revealed  reactive  depression.  He 

was  treated  with  antidepressants  without  benefit.  Finally  in  2005 

a  physician  noted  fibers  under  his  skin  using  a  60x  hand-held 

microscope. Testing for Lyme disease was indeterminate in 2006, and 

treatment with doxycycline was given for one month without benefit. 

The patient continues to suffer from crawling sensations, skin lesions, 

musculoskeletal pain, disabling fatigue and depression. He is reluctant 

to see any more physicians about his skin condition (Figure 1C).



Results

MD Microscopic observations

Case  1:  Microscopic  examination  revealed  a  wide  range  of 

filaments  in  various  stages  of  formation  ranging  from  early  stages 

that  demonstrated  either  single  or  clusters  of  hyaline,  tentacle-like 

projections  with  tapered  ends  (tentacle  diameter  approximately  5 

µm) to macroscopic masses or mats of tangled fibers (approximately 

1 mm diameter) (Figures 2A-2H). Floral-like formations of early-stage 

filaments were observed in some samples that were collected on different 

dates and years (Figure 2A). These structures had tapered ends with 

bases originating at a central point and were found in groups anchored 

to a dried dermal matrix. The reverse side of some of these specimens 

revealed  a  layer  of  pavement  epithelial  cells  (Figure  2B).  Epithelial 

matrices  anchoring  longer  hyaline  fibers  were  observed,  suggesting 

that as the tentacle-like projections increase in length individual fibers 

may  become  tangled,  or  clumped  (Figure  2C).  Various  structures 

composed of clumps, strings, and nest-like balls of hyaline filaments 

were  observed  and  some  of  these  were  glued  together  by  clotted  or 

dried  exudate  (Figure  2D).  This  suggests  that  tangled  filaments  may 

eventually  separate  from  the  supporting  epithelial  matrix  and  form 

balls and other tangled structures. 

Some  samples  revealed  raised  unidentified  papules  protruding 

from dried epithelial tissue that might be abnormal hair follicles. Long 

isolated  colored  filaments,  filament  fragments,  balls,  and  clumps  of 

fibers  (red,  blue,  black  and  green)  were  also  observed,  but  were  not 

attached to or growing from epithelial tissue. Many of these colored 

filaments had bulb-like ends (50 µm diameter) that looked very much 

like those found in hair follicles (Figure 2E). 

Many  fibers  displayed  iridescence  under  bright-field  microscopy 

and  were  fluorescent  under  UV  lighting.  Hyaline  or  white  fibers 

fluoresced brightly, as did blue fibers (Figure 2F). Red and green fibers 

displayed striking iridescence (Figure 2G, Figure 2H) but fluoresced 

with less intensity than the blue and white fibers. This suggests that 

melanin  pigments  may  be  associated  with  red  and  green  filaments. 

Early  floral-shaped  clusters  were  brightly  fluorescent.  Human  hair 

Figure 1C: Head of Case 3 photographed at disease onset in 2002 (top) 

and during disease flare in 2011 (bottom). Note punctate lesions with ragged 

edges in bottom picture. Patient shaved his head in effort to decrease pain 

from scalp lesions.



Figure  2A:  Fibers  from  Case  1.  Note  floral  appearance  of  fibers  (100x 

magnification).



Figure  2B:  Pavement  epithelium  on  underside  of  floral  fibers  shown  in 

Figure 2A (100x magnification).



Citation:

 

Middelveen MJ, Rasmussen EH, Kahn DG, Stricker RB (2012) Morgellons Disease: A Chemical and Light Microscopic Study. J Clin Exp 

Dermatol Res 3:140. doi:

10.4172/2155-9554.1000140

Page 4 of 8

Volume 3 • Issue 1 • 1000140

J Clin Exp Dermatol Res

ISSN:2155-9554 JCEDR, an open access journal 

was not fluorescent nor was normal skin. Color intensity and hue of 

the  red  and  blue  filaments  was  influenced  by  the  color  spectrum  of 

the illuminating light. This property and the presence of iridescence 

suggests that a structural component is involved in the unusual colors 

seen in Morgellons fibers.

Case  2:  Microscopic  examination  of  scab  material  revealed  scab 

detritus imbedded with long filaments of various colors (Figures 3A-

3D). Hyaline, red, blue, and light purple fibers were observed (10-40 

µm  diameter)  (Figure  3A,  Figure  3B).  One  sample  revealed  fibers 

tangled  around  a  hair  and  these  fibers  may  have  been  associated 

with the hair follicle (Figure 3C). Smaller, pale purple fibers (10 µm 

diameter) appeared to form a mesh around the follicle. Some samples 

revealed fibers that lay beneath or penetrated dermal tissue Figure 3D. 



Case 3: Microscopic examination was performed with particular 

attention  to  hair  follicles,  as  the  patient  had  reported  unusual 

filament formation associated with the follicles. Microscopy revealed 

abnormalities of the follicular bulbs and the hair associated with these 

follicles that indicated abnormal functioning of follicular keratinocytes 

(Figures  4A-4D).  Many  follicles  contained  malformed  bulbs  with 

distorted shapes, and some follicles had two or more hairs branching 

from a single inner root sheath (Figure 4A). Filaments stemming from 

the bulb end were found in some follicles and these appeared as root-

like  growths  (Figure  4B).  Transparent  filaments  were  observed  that 

stemmed from cells within the inner root sheath (Figure 4C). On some 

hairs  red  or  blue  colored  filaments  branched  from  the  shaft  (Figure 

4D).  Many  hairs  were  flattened  or  tape-like  on  cross-section  rather 

than concentric. These hairs were similar in appearance to Morgellons 

filaments.

BDD Microscopic observations

Biopsies from late proliferative stage BDD lesions were examined 

microscopically for comparison (Figures 5A-5D). Although the scale 

of filaments was much larger, the BDD filaments (roughly ten times 



Figure 2C: H

yaline  fibers  forming  macroscopic  masses  in  finger  webbing 

from Case 1 (50x magnification).

Figure 2D: Clumps of hyaline filaments surrounding clotted or dried exudate 

from Case 1 (100x magnification).



Figure 2E: Blue filament with bulb-like end (50 µm diameter) similar to a hair 

follicle from Case 1 (100x magnification).



Figure 2F: Bluish fluorescence of fibers under UV lighting from Case 1 (100x 

magnification).



Figure 2G: Iridescence of a green fiber from Case 1 (100x magnification).

Figure  2H:  Striking  iridescence  of  a  red  fiber  from  Case  1  (100x 

magnification).



Citation:

 

Middelveen MJ, Rasmussen EH, Kahn DG, Stricker RB (2012) Morgellons Disease: A Chemical and Light Microscopic Study. J Clin Exp 

Dermatol Res 3:140. doi:

10.4172/2155-9554.1000140

Page 5 of 8

Volume 3 • Issue 1 • 1000140

J Clin Exp Dermatol Res

ISSN:2155-9554 JCEDR, an open access journal 

larger) were similar in appearance compared to the specimens observed 

in Case 1 (Figure 5A, Figure 5B). Filaments were macroscopic, opaque 

and  dirty  white  in  color,  ranging  in  size  from  less  than  0.5  mm  in 

diameter  to  about  1  mm  in  diameter.  In  cross  section  filaments 

appeared  to  originate  beneath  the  stratum  corneum  (Figure  5C). 

Longer  filaments  were  close  to  1  mm  in  length.  The  BDD  filaments 

demonstrated fluorescence under UV light (Figure 5D). 

Chemical Experiments

Samples of normal hair, colored filaments and dermal material from 

Cases 1 and 2, and BDD fibers were subjected to immersion in caustic 

agents. Duplicate experiments with each caustic agent were performed 

on  each  sample.  Results  of  the  experiments  are  shown  in  (Table  1) 

Normal hair and patient filaments began to fray after incubation for 

1 minute, and the patient filaments had completely disintegrated after 

incubation for 120 minutes in 12% sodium hypochlorite. Normal hair 

was still visible at this timepoint. In contrast, patient filaments began 

to fray at 1 minute in 10% sodium hydroxide but were still visible after 

120  minutes,  similar  to  normal  hair.  The  hair  and  patient  filaments 

were more resistant to 10% potassium hydroxide, with visible fraying 

beginning at 10 minutes and fibers still visible at 120 minutes. Although 

the larger BDD fibers appeared to be more resistant to the chemicals, 

fraying and shape change similar to the human samples was evident at 

120 minutes with each caustic agent.



Keratin immunostaining

The  results  of  keratin  immunostaining  experiments  are  shown 

in Figure 6. The MD filaments from Case 1 stained strongly with the 

“pankeratin”  antibody  AE1/AE3  directed  against  cytokeratin  1/3. 

In  contrast,  the  filaments  stained  weakly  with  the  more  restrictive 

antibody AE5/AE6 directed against cytokeratin 5/6. Staining with AE1/

AE3 was seen over the length of the fiber, while staining with AE5/

Figure  3A:  Red  and  blue  fibers  in  skin  samples  from  Case  2  (100x 

magnification). 



Figure  3B:  Red  and  blue  fibers  embedded  in  skin  from  Case  2  (100x 

magnification).



Figure 3C: Fibers tangled around a hair (larger black shaft to right of figure) 

in Case 2 (100x magnification). 



Figure  3D:  Fibers  penetrating  dermal  tissue  from 

Case


  2  (100x 

magnification).



Figure 4A: Hair follicle from Case 3 showing two hairs branching from a 

single inner root sheath (100x magnification).



Figure 4B: Hair follicle from Case 3 showing filaments stemming from bulb 

end (100x magnification).



Citation:

 

Middelveen MJ, Rasmussen EH, Kahn DG, Stricker RB (2012) Morgellons Disease: A Chemical and Light Microscopic Study. J Clin Exp 

Dermatol Res 3:140. doi:

10.4172/2155-9554.1000140

Page 6 of 8

Volume 3 • Issue 1 • 1000140

J Clin Exp Dermatol Res

ISSN:2155-9554 JCEDR, an open access journal 

AE6 was only detected in the outermost scale. Melanin pigmentation 

was not seen in the fibers. No staining was detected with an irrelevant 

monoclonal antibody, and similar positive keratin staining with AE1/

AE3 was detected in MD fibers from Case 2 (data not shown). 



Discussion 

Our three patients had features of MD that are commonly described 

in  the  medical  literature,  including  insidious  onset,  dermatological 

signs and systemic symptoms, lack of response to immunosuppressive 

treatment  and  association  with  tickborne  diseases  [1-3].  Case  1  had 

skin lesions confined to the hands (Figure 1A), while Cases 2 and 3 had 

disseminated skin lesions over the head, trunk and extremities (Figures 

1B and 1C). In addition, Case 3 had symptoms associated primarily 

with hair follicles, and a sensation of change in hair composition and 

texture  is  often  reported  by  Morgellons  patients  [1,10].  These  MD 

patterns have been recognized in prior studies [1,2] and we propose 

a  classification  of  localized  MD  versus  disseminated  MD  based  on 

the  distribution  of  the  dermopathy.  Although  the  reason  for  this 

dermopathy distribution is unknown, the location of skin lesions may 

be related to the cell of origin of the fibers seen in lesions or under the 

skin, as discussed below. Further study of the dermopathy distribution 

in MD is warranted.

The present study demonstrates Morgellons filaments that clearly 

originate from a layer of pavement epithelial cells visibly held together 

by desmosomes (Figure 2). The predominant cells found in pavement 

epithelial tissue are keratinocytes. We also noted MD fibers that clearly 

originate from the inner root sheaths of hair follicles (Figures 2-4), and 

keratinocytes are the predominant cell type in this tissue. Keratinocytes 

produce the biofiber keratin. A cross section of BDD filaments likewise 

demonstrates filament origin from cells beneath the stratum corneum 

Figure 4C: Hair follicle from Case 3 showing transparent filaments stemming 

from the inner root sheath (100x magnification).



Figure 4D: Hair follicle from Case 3 showing blue fiber (top) and red fiber 

(bottom) branching from the hair shaft (left, 100x magnification; right, 200x 

magnification).

Figure 5A: Bovine digital dermatitis (BDD) sample showing coarse fibers 

(8x magnification).



Figure  5B:  BDD  sample  showing  floral  fibers  (8x  magnification).  Note 

similarity to MD floral fibers from Case 1 (Figure 2A).



Figure  5C:  Cross  section  of  BDD  sample  showing  coarse  fibers  that 

originate beneath the stratum corneum (8x magnification).



Figure 5D: BDD sample showing coarse fibers with fluorescence under UV 

lighting (8x magnification).



Citation:

 

Middelveen MJ, Rasmussen EH, Kahn DG, Stricker RB (2012) Morgellons Disease: A Chemical and Light Microscopic Study. J Clin Exp 

Dermatol Res 3:140. doi:

10.4172/2155-9554.1000140

Page 7 of 8

Volume 3 • Issue 1 • 1000140

J Clin Exp Dermatol Res

ISSN:2155-9554 JCEDR, an open access journal 

(Figure 5), consistent with descriptions in the literature of growth from 

keratinocytes [14,19]. Thus MD filaments and BDD filaments appear 

to be similar in formation at the cellular level, both originating from 

keratinocytes in the stratum spinosum or stratum basale. MD differs 

from BDD, however, in that MD filaments appear to originate from 

follicular keratinocytes as well as epidermal keratinocytes. Both MD 

filaments and BDD filaments fluoresce in UV light (Figures 2-5). We 

have also shown for the first time that MD filaments contain keratin 

(Figure  6),  and  keratin  staining  was  positive  using  a  “pankeratin” 

monoclonal  antibody  but  negative  with  a  more  restricted  keratin 

ligand. This observation indicates that the fibers originate from specific 

tissues that require further characterization.

The observation that MD fibers are found beneath unbroken skin, 

may  grow  from  an  epidermal  matrix  and  are  associated  with  hair 

follicles suggests that they are not self-implanted textile fibers [1-3]. 

The  filament  formation  described  in  MD  is  associated  with  a  high 

likelihood  of  Bb  infection  [1,10].  BDD  in  cattle  is  associated  with 

hyperkeratosis,  keratin  filament  formation  and  spirochetal  infection 

[12-20].  Hyperkeratosis  and  excessive  keratin  production  associated 

with  chronic  inflammation  has  been  demonstrated  in  humans  with 

cholesteatoma  [23,24],  and  alterations  in  keratinocyte  expression  of 

HLA markers and tissue enzymes have been reported in association with 

Bb  infection  [25,26].  These  observations  suggest  that  hyperkeratosis 

and keratin filament production associated with spirochetal infection 

is a plausible explanation for the clinical and microscopic findings in 

MD. 


Hyaline  and  colored  filaments  from  the  three  case  studies 

demonstrate  iridescence  and  an  appearance  consistent  with  keratin. 

Red,  blue,  purple  and  black  are  colors  found  in  keratin  and  are 

associated  with  structural  coloring  and/or  melanin  production  [27-

30]. Clusters of early filaments described in Case 1 demonstrate that 

fibers  are  anchored  and  growing  from  a  basal  epithelial  cell  matrix. 

They are clearly biological and human in nature and are not implanted 

textile  fibers.  Various  growth  stages  of  fibers  attached  to  epidermal 

matrices have been observed. These range from early filaments isolated 

or in clusters (that are only a few µm in diameter and 10 µm long) to 

long tangled mats (with fibers 10 µm or wider in diameter and several 

hundred  µm  long).  Similar  filament  structures  have  previously  been 

reported  and  photographed  in  MD  [31].

 

Textile  fibers  have  never 



been produced in this manner, and the suggestion that these unusual 

formations are manufactured textile fibers is not credible. 

Longer fibers with tapered ends anchored to a cellular matrix were 

observed in Case 1, demonstrating filament evolution. Colored fibers 

were often found near larger hair follicles or appeared to have follicular 

bulb-like ends, suggesting an association with hair follicles and follicular 

keratinocytes.  Our  chemical  studies  suggest  that  MD  filaments  and 

BDD fibers react to caustic agents in a manner similar to normal hair, 

although  MD  filaments  appeared  to  be  more  susceptible  and  BDD 

fibers  less  susceptible  to  the  caustic  agents  Table  1.  In  preliminary 

studies using scanning electron microscopy, the presence of scales on 

a blue filament indicated that this specimen was a fine hair (D’Alba 

L and Shawkey MD, unpublished observation, December 2011). This 

finding suggests that some of the colored fibers of follicular origin may 

in fact be modified hairs. Differences between the keratinocytes found 

in the inner root sheath of hair follicles and keratinocytes found in the 

basal skin layer may account for the differences of location, structure, 

coloring  and  size  of  fibers  seen  in  this  study  [32,33].  The  effect  of 

spirochetes  on  keratinocyte  function  may  also  play  a  role  in  altered 

keratin production associated with MD and BDD [22,25,26].

In conclusion, MD lesions were not caused by self-mutilation or 

delusions in the three cases presented here. The photographic evidence 

clearly demonstrates that the unusual fibers or filaments described in 

this study are not self-implanted textile fibers. All three patients had 

symptoms and laboratory findings consistent with systemic illness and 

indicative of tickborne disease. Neuropsychiatric testing was normal 

in two cases and influenced by the disease in the third case, and all 

three patients were examined by a medical practitioner who confirmed 

the  presence  of  fibers  underneath  unbroken  skin  compatible  with  a 

diagnosis of MD. 

We  have  demonstrated  that  filaments  found  in  MD  patients 

have  chemical,  physical  and  immunohistological  features  of  keratin. 

The  presence  of  individual  filaments  attached  to  epithelial  tissue  is 

consistent with keratin and suggests that the filaments are produced 

by  keratinocytes.  Morgellons  filaments  have  been  photographed 

Incubation 

with:

Time


(minutes)

Case 1 Fiber 

Dissolution

Case 2 Fiber 

Dissolution

BDD fiber 

Dissolution

Human hair 

Dissolution

NaOCl 12%    1

±

±

±



±

                        10

±

±

±



±

                        60

+

+

±



±

                        120

+

+

±



±

 NaOH 10%    1

±

±



±

                        10

±

±

±



±

                        60

±

±

±



±

                        120

±

±

±



±

 KOH 10% 1





                        10

±

±



±

                        60

±

±



±

120


±

±

±



±

NaOCl, sodium hypochlorite; NaOH, sodium hydroxide; KOH, potassium hydroxide. 

(–) indicates no fiber dissolution, (±) indicates partial fiber dissolution, (+) indicates 

complete fiber dissolution. 



Table 1: Dissolution of Morgellons filaments and BDD fibers in caustic reagents.

Figure 6: Keratin immunostaining of fiber from Case 1. Immunostaining was 

performed as described in Methods section. Top: Staining with anti-CK AE1/

AE3. Bottom: Staining with anti-CK AE5/AE6 (200x magnification).


Citation:

 

Middelveen MJ, Rasmussen EH, Kahn DG, Stricker RB (2012) Morgellons Disease: A Chemical and Light Microscopic Study. J Clin Exp 

Dermatol Res 3:140. doi:

10.4172/2155-9554.1000140

Page 8 of 8

Volume 3 • Issue 1 • 1000140

J Clin Exp Dermatol Res

ISSN:2155-9554 JCEDR, an open access journal 

growing  from  pavement  epithelial  cells,  and  this  process  resembles 

the evolution of filaments seen in BDD. Because BDD is a disease in 

which  spirochetes  have  been  identified  as  primary  etiologic  agents, 

and  spirochetal  sero-reactivity  has  been  associated  with  MD,  it  is 

reasonable to assume that spirochetal infection plays an important role 

in MD filament production. Further immunohistological and electron 

microscopy  studies  are  needed  to  solve  the  mystery  of  Morgellons 

filaments. 



Conflict of Interest Statement 

RBS serves without compensation on the medical advisory panel for QMedRx 

Inc. He has no financial ties to the company. MJM, EHR and RBS serve without 

compensation on the scientific advisory panel of the Charles E. Holman Foundation. 

DGK has no conflicts to declare.

Acknowledgments

The  authors  thank  Drs.  Gordon  Atkins,  Robert  Bransfield,  Dorte  Dopfer, 

Alan MacDonald, Peter Mayne, Deryck Read, Matthew Shawkey, Janet Sperling, 

Ginger Savely, Michael Sweeney and Randy Wymore for helpful discussion. We 

thank Dr. Robert B. Allan for technical support and Lorraine Johnson for manuscript 

review, and we are grateful to Harriet Bishop, Cindy Casey and Lee Laskowsky for 

providing first-hand information about Morgellons disease.

References

1.  Savely VR, Leitao MM, Stricker RB (2006) The mystery of Morgellons disease: 

infection or delusion? Am J Clin Dermatol 7: 1-5.

2.  Savely VR, Leitao MM (2005) Skin lesions and crawling sensations: disease or 

delusion? Adv Nurse Pract 13: 16-17.

3.  Middelveen  MJ,  Stricker  RB  (2011)  Filament  formation  associated  with 

spirochetal  infection:  A  comparative  approach  to  Morgellons  disease.  Clin 

Cosmet Investig Dermatol 4: 167-177.

4.  Elkan  D.  Morgellons  (2007)  disease  the  itch  that  won’t  be  scratched.  New 

Scientist 2621: 46-49. 

5.  Wymore RS (2011) Morgellons disease research; shotgun DNA analysis, PCR, 

microscopy and spectroscopy. Morgellons Medical Conference, Austin, Texas.

6.  Pearson ML, Selby JV, Katz KA, Cantrell V, Braden CR, et al. (2012) Clinical, 

epidemiologic,  histopathologic  and  molecular  features  of  an  unexplained 

dermopathy. PLoS ONE 7: e29908. 

7.  Savely VR, Stricker RB (2007) Morgellons disease: the mystery unfolds. Expert 

Rev Dermatol 2: 585-591.

8.  Harvey WT (2007) Morgellons disease. J Am Acad Dermatol 56: 705-706. 

9.  Harvey WT, Bransfield RC, Mercer DE, Wright AJ, Ricchi RM, et al. Morgellons 

disease, illuminating an undefined illness: a case series. J Med Case Reports 

3: 8243.

10. Savely VR, Stricker RB (2009) Morgellons disease: analysis of a population 

with clinically confirmed microscopic subcutaneous fibers of unknown etiology. 

Clin Cosmet Investig Dermatol 3: 67-78. 

11. Cheli R, Mortellaro CM (1974) Digital dermatitis in cattle. Proc 8

th

 Int Meet Dis 



Cattle, Milan, Italy 8: 208-213.

12. Vink WD, Jones G, Johnson WO, Brown J, Demirkan I, et al. ( 2009) Diagnostic 

assessment without cut-offs: application of serology for the modeling of bovine 

digital dermatitis infection. Prev Vet Med 92: 235-248. 

13. Dopfer  D,  Willemann  MA(1998)  Standardisation  of  infectious  claw  diseases. 

Proceedings of the 10

th

 International Symposium on Lameness in Ruminants; 



Lucerne, Switzerland 244-254.

14. Borgmann JE, Bailey J, Clark EG (1996) Spirochete-associated bovine digital 

dermatitis. Can Vet J 37: 35-37.

15. 15. Blowey RW, Sharp MW (1988) Digital dermatitis in dairy cattle. Vet Rec 

122: 505-508.

16. Read  DH,  Walker  RL,  Castro  AE,  Sundberg  JP,  Thurmond  MC  (1992)  An 

invasive spirochaete associated with interdigital papillomatosis of dairy cattle. 

Vet Rec 130: 59-60.

17. Scavia G, Sironi G, Mortellaro CM, Romusi S (1994) Digital dermatitis: further 

contribution on clinical and pathological aspects in some herds in northern Italy. 

Proc Int Symp Dis Ruminant Digit 8: 174-176.

18. Grund  S,  Nattermann  H,  Horsch  F  (1995)  Electron  microscopic  detection  of 

spirochetes in dermatitis digitalis of cattle. Zentralbl Veterinarmed B 42: 533-

542.


19. Döpfer  D,  Koopmans  A,  Meijer  FA,  Szakáll  I,  Schukken  YH  et  al.  (  1997) 

Histological  and  bacteriological  evaluation  of  digital  dermatitis  in  cattle,  with 

special reference to spirochaetes and Campylobacter faecalis. Vet Rec 140: 

620-623.


20. Demirkan  I,  Carter  SD,  Murray  RD,  Blowey  RW,  Woodward  MJ(1998) 

The  frequent  detection  of  a  treponeme  in  bovine  digital  dermatitis  by 

immunochemistry and polymerase chain reaction. Vet Microbiol 60: 285-292.

21. Read  DH,  Walker  RL(1998)  Papillomatous  digital  dermatitis  (footwarts)  in 

California dairy cattle: clinical and gross pathologic findings. J Vet Diagn Invest 

10: 67-76.

22. Gomez  A,  Cook  N,  Dopfer  D,  Bernardoni  N,  Dusick  A,  et  al.  (2011)  An 

experimental  infection  model  for  digital  dermatitis.  Lameness  in  Ruminants 

Conference, New Zealand.

23. Hamajima Y, Komori M, Preciado DA, Choo DI, Morobe K et al. (2010) The 

role of inhibitor of DNA-binding (ID1) in hyperproliferation of keratinocytes: the 

pathological basis for middle ear cholesteatoma from chronic otitis media. Cell 

Prolif 43: 457-463.

24. Raynov  AM,  Choung  YH,  Park  HY,  Choi  SJ,  Park  K  (2004)  Establishment 

and  characterization  of  an  in  vitro  model  for  cholesteatoma.  Clin  Exp 

Otorhinolaryngol 1: 86-91.

25. Tjernlund U, Scheynius A, Asbrink E, Hovmark A (1986) Expression of HLA-DQ 

antigens on keratinocytes in Borrelia spirochete-induced skin lesions. Scand J 

Immunol 23: 383-388.

26. Gebbia  JA,  Coleman  JL,  Benach  JL  (2001)  Borrelia  spirochetes  upregulate 

release and activation of matrix metalloproteinase gelatinase B (MMP-9) and 

collagenase 1 (MMP-1) in human cells. Infect Immun 69: 456-462.

27. Shawkey MD, Hill GE (2005) Caratenoids need structural colors to shine. Biol 

Lett 1: 121-124. 

28. Shawkey  MD,  Shreekumar  RP,  Hill  GE,  Siefferman  LM,  Roberts  SR  (2007) 

Bacteria as an agent for change in structural plumage color: correlational and 

experimental evidence. Am Nat 169: S112-S121.

29. D’Alba L, Saranathan V, Clarke JA, Vinther JA, Prum RO, et al. (2011)



 Colour-

producing ß-keratin nanofibres in blue penguin (Eudyptula minor) feathers. Biol 

Lett 7: 543-546. 

30. Chung WJ, Oh JW, Kwak K, Lee BY, Meyer J, et al. (2011) Biomimetic self-

templating supramolecular structures. Nature 478: 364-368.

31. Charles E. Holman Foundation (2012) Accessed February 16. 

32. Rugg EL, Leigh IM (2004) The keratins and their disorders. Am J Med Genet C 

Semin Med Genet 131C: 4-11.

33. Moll R, Divo M, Langbein L (2008) The human keratins: biology and pathology. 

Histochem Cell Biol 129: 705-733.



Submit your next manuscript and get advantages of OMICS 

Group submissions

Unique features:

User friendly/feasible website-translation of your paper to 50 world’s leading languages



Audio Version of published paper

Digital articles to share and explore



Special features:

200 Open Access Journals



15,000 editorial team

21 days rapid review process



Quality and quick editorial, review and publication processing

Indexing at PubMed (partial), Scopus, DOAJ, EBSCO, Index Copernicus and Google Scholar etc



Sharing Option: Social Networking Enabled

Authors, Reviewers and Editors rewarded with online Scientific Credits



Better discount for your subsequent articles

Submit your manuscript at:

www.editorialmanager.com/clinicalgroup



Document Outline

  • Title
  • Corresponding author
  • Abstract
  • Keywords
  • Introduction
  • Materials and Methods 
  • Clinical Observations 
    • Case 1 
    • Case 2 
    • Case 3 
  • Results
    • MD Microscopic observations 
    • BDD Microscopic observations 
  • Chemical Experiments 
    • Keratin immunostaining 
  • Discussion  
  • Conflict of Interest Statement  
  • Acknowledgments
  • Figure 1A
  • Figure 1B
  • Figure 1C
  • Figure 2A
  • Figure 2B
  • Figure 2C
  • Figure 2D
  • Figure 2E
  • Figure 2F
  • Figure 2G
  • Figure 2H
  • Figure 3A
  • Figure 3B
  • Figure 3C
  • Figure 3D
  • Figure 4A
  • Figure 4B
  • Figure 4C
  • Figure 4D
  • Figure 5A
  • Figure 5B
  • Figure 5C
  • Figure 5D
  • Figure 6
  • Table 1
  • References

Yüklə 2,59 Mb.

Dostları ilə paylaş:




Verilənlər bazası müəlliflik hüququ ilə müdafiə olunur ©www.azkurs.org 2024
rəhbərliyinə müraciət

gir | qeydiyyatdan keç
    Ana səhifə


yükləyin